Брать кровь с хвоста у коровы

Специалисты БУОО «Хотынецкая райСББЖ» в своей работе используют новые методы и разработки направленные на снижение травматизма и стрессовых факторов при проведении плановых ветеринарно-санитарных мероприятий. Одним из таких методов является взятие крови из хвостовой вены у крупного рогатого скота.

Методика взятия крови из хвостовой вены крс

  • Хвост животного берут рукой в области средней трети и медленно поднимают вверх.
  • Место взятия крови, область 2-5 хвостовых позвонков, дезинфицируют спиртом или 5% раствором йода.
  • Кровь берут в средней трети тела 2-5 хвостовых позвонков, находящейся на линии, идущей вдоль хвоста и делящей его на 2 симметричные части.
  • Иглу вводят под углом 90° до упора на глубину 5-10 мм.
  • Правила взятия крови у КРС

    Рекомендации

    по правилам взятия проб крови от крупного рогатого скота

    Условия взятия крови и ее сохранность до начала лабораторных исследований имеют важное значение при получении достоверных результатов. Во многом эти результаты зависят от техники взятия крови и используемых при этой инструментов.

    При венепункции прокол окружающих вену тканей и стенки вен делают в один прием.

    На результаты лабораторных исследований могут влиять факторы, связанные с индивидуальными особенностями и физиологическим состоянием организма животного, такие как: возраст; эмоциональное состояние и психический стресс; климатические и метеорологические условия и др.

    Брать кровь надо по возможности утром, до кормления животных.

    Рекомендуется произвести дегельминтизацию животных за 2 недели до взятия крови.

    В целях отсутствия получения ложно-положительных результатов исследований рекомендуют брать кровь не позднее, чем за три недели до отела и не ранее чем через 3 недели после отела.

    На точность и правильность результатов также оказывает влияние техника взятия крови, используемые при этом инструменты (иглы, шприцы и др.), пробирки, в которые берется, а в последующем хранится и транспортируется кровь, а также условия хранения и подготовки пробы к анализу.

    Традиционные и широко используемые в настоящее время способы взятия крови с помощью иглы и/или шприца оказываются основными источниками лабораторных ошибок, приводящих к низкому качеству результатов анализов. Кроме того, эти методы не могут быть стандартизованы и не обеспечивают безопасность персонала, берущего кровь.

    При взятии проб венозной крови методом самотека с использованием иглы и обычных пробирок высока вероятность попадания крови животного на руки ветеринарного специалиста. В этом случае руки ветеринарного работника могут стать источником передачи и распространения возбудителей гемоконтактных инфекций другому животному путем контаминации кровью инъекционной ранки. Ветеринарный работник сам может заразиться от источника инфекции.

    Использование медицинского шприца с иглой для взятия крови следует также избегать из-за его недостаточной безопасности для ветеринарного персонала и невозможности исключения гемолиза крови при переносе пробы под давлением в пробирку.

    Взятие крови с использованием вакуум-содержащих систем:

    Для взятия проб венозной крови наиболее предпочтительно использовать вакуум-содержащие системы. Этот способ имеет ряд преимуществ, основным из которых является то, что кровь попадает непосредственно в закрытую пробирку, предотвращающую любой контакт ветперсонала с кровью животного.

    Речь идёт не только об упрощении процедуры взятия крови, что само по себе немаловажно, но и о значительном снижении процента преаналитических ошибок, увеличении безопасности процедуры, снижении риска заражения скота, сохранения уровня надоев после процедуры и отсутствия осложнений у животных после взятия крови.

    Вакуум-содержащая система представляет собой закрытую двухкомпонентную систему — вакуумный шприц-контейнер и специальную иглу. Выделение сыворотки или соединение крови с антикоагулянтом происходит в том же объёме шприца, в который берётся кровь, то есть после взятия крови сам шприц является транспортной пробиркой с антикоагулянтом или сывороткой.

    Под действием вакуума кровь втягивается через иглу вакуумной системы напрямую из вены в пробирку и сразу же смешивается с химическим реактивом. Тщательно дозированный объем вакуума обеспечивает точное соотношение кровь/реагент в пробирке.

    Читайте так же:

    • Стоматит коровы ВЕЗИКУЛЯРНЫЙ СТОМАТИТ (Stomatitis vesicularis), острая вирусная болезнь кр. рог. скота, непарнокопытных и свиней, характеризующаяся лихорадкой, повышенным слюноотделением, образованием […]
    • Отел коровы время схваток Коровы в период сухостоя содержатся в отдельном стаде. Для них расписывают специальный рацион питания, выбирают более скудные пастбища, чем для лактирующих особей. Моцион проводят […]
    • Поголовье коров в россии 2020 Общее поголовье КРС в хозяйствах всех категорий в 2018 году составило 18 152 тыс. голов, что на 5,8% меньше, чем в 2013 году, когда поголовье составляло 19 273 тыс. голов. Наибольшее […]
    • Суточный рацион коровы 1 Постановка задачи Составить и решить экономико-математическую модель по оптимальному суточному рациону кормления дойных коров на стойловый период. Критерий оптимальности — минимальная […]
    • Как выделывать шкуры коров Сырьё После снятия шкуры с животного, приступают к её консервации, чтобы можно было дольше хранить и транспортировать. Сохранить шкуры от порчи можно следующим способом. Сначала […]
    • За сколько дней до отела у коровы наливается вымя В соответствии с требованиями законодательства доступ к запрашиваемому Интернет-ресурсу закрыт. Интернет-ресурс запрещен к распространению судом и/или внесен в один из […]

    На основе возможностей вакуум-содержащихх систем был разработан новый метод взятия крови у крупного рогатого скота из хвостовой вены:

    1. Кровь берут из v .с occygea (хвостовая вена).

    2. Для взятия крови животное не фиксируют.

    3. Хвост животного берут рукой в области средней трети и медленно поднимают вверх.

    4. Место взятия крови, область 2-5 хвостовых позвонков, дезинфицируют спиртом или 5% раствором йода.

    5. Кровь берут в средней трети тела 2-5 хвостовых позвонков, находящейся на линии, идущей вдоль хвоста и делящей его на 2 симметричные части.

    6. Иглу вводят под углом 90° до упора на глубину 5-10 мм.

    Преимущества взятия крови безопасными системами из хвостовой вены:

    1. Сокращение времени взятия крови ветврачом; (до 200 животных за 2 часа)

    2. Отсутствие фиксации животного;

    3. Исключение контакта ветврача с кровью на всех этапах взятия и транспортировки крови;

    4. Предупреждение распространения инфекций через кровь и загрязнения (контаминации) объектов окружающей среды; (особенно актуально при лейкозе КРС)

    5. Минимизация осложнений и стресса у животных;

    6. Отсутствие сокращения надоев в результате стресса и осложнений

    7. Возможность получения стерильной крови.

    Взятие крови с использованием кровобрательных игл и пробирок:

    Иглы для взятия крови должны быть с коротким срезом и достаточно большим диаметром, чтобы не травмировать противоположную стенку вены и не вызвать повреждения эритроцитов. Иглы перед взятием крови обязательно стерилизуют кипячением. Шерсть на месте взятия крови тщательно выстригают, а кожу дезинфицируют дезинфицирующим раствором.

    У крупного рогатого окота кровь берут из яремной вены в верхней трети шеи.

    Брать кровь для получения сыворотки надо по возможности утром, до кормления животных. Для серологического исследования берут по 7-10 мл крови от крупного рогатого скота.

    При взятии крови из яремной вены иглу вкалывают на границе перехода верхней трети шеи в среднюю. Чтобы вызвать достаточное наполнение вены и уменьшать ее подвижность, вену сдавливает в середине шеи резиновым жгутом или пальцем. При проколе вены необходимо держать иглу в руке так, чтобы направление ее совпало с линией хода вены и чтобы срез иглы был направлен вверх, к голове. Иглу вкалывают под острым углом – в 20–30°. При попадании в вену из иглы вытекает кровь.

    Кровь должна стекать по стенке пробирки по избежании разрушения эритроцитов и при необходимости немедленно смешиваться с достаточным количеством антикоагулянта.

    Перед извлечением иглы из вены резиновый жгут снимают, пережимают вену пальцем выше места вкола, иглу извлекают, а место вкола некоторое время сдавливают тампоном для предотвращения образования гематомы. В заключении область венепункции дезинфицируют дезинфицирующим раствором.

    Недостатки устоявшегося метода взятия крови из яремной вены кровопускательной иглой:

    1. Разбрызгивание крови; (попадание крови на руки, кормушки и др. объекты окружающей среды).

    2. Высокий риск распространения инфекций, опасных не только для животных, но и для человека; (туберкулез, бруцеллез, лейкоз КРС).

    3. Необходимость фиксации животного.

    4. Стресс у животного, ведущий к потерям молока (более 5%).

    5. Осложнения после взятия крови; (гематомы, абсцессы).

    6. Взятая кровь – нестерильна (т.е. контаминирована).

    Хранение проб крови и сыворотки крови:

    Цельную кровь, плазму и сыворотку для непродолжительного хранения помещают в холодильник (+2…+4°С), длительное хранение сыворотки требует температуры – 20°С.

    Сыворотку крови получают методом отстоя. Для свертывания крови и отстаивания сыворотки пробирки с кровью выдерживают 30-60 мин при 20-30°С или 37-38°С, сгусток крови от стенок отделяют стальной спицей, а затем пробирки выдерживают при 4-10°С 20-24 ч.

    Отстоявшуюся сыворотку сливают в сухие стерильные пробирки, закрывают пробками и направляют в лабораторию в течение первых суток и в исключительных случаях не позднее третьего дня после взятия крови.

    Нарушение условий хранения проб может стать причиной погрешностей анализа. В результате длительного стояния сыворотки, над эритроцитами могут наступить сдвиги в концентрации ряда компонентов: повышается концентрация калия, активности кислой фосфатазы, аминотрансфераз, лактатдегидрогеназы, гидроксибутиратдегидрогеназы, понижается содержание глюкозы вследствие гликолитических процессов.

    При температуре около 20°С в цельной крови возрастает содержание аммиака, многие ферменты даже при температуре холодильника быстро теряют свою активность (креатинкиназа, кислая фосфатаза), в лактатдегидрогеназа, напротив, быстрее теряет активность при низких температурах.

    Возникший при взятии или хранении гемолиз эритроцитов приводит к повышению концентрации калия, активности кислой фосфатазы, аминотрансфераз, лактатдегидрогеназы, гидроксибутиратдегидрогеназы.

    Неумелое встряхивание проб при перемешивании их содержимого или при транспортировке также может вызвать гемолиз эритроцитов.

    Мутные, проросшие, гемолизированные сыворотки исследованию не подлежат.

    Сыворотку или кровь можно консервировать также борной кислотой (в порошке) из расчета 0,05-0,07 г (на кончике скальпеля) на одну пробирку с кровью (сывороткой).

    Пробирки с кровью и сыворотками плотно закрывают стерильными пробками и устанавливают для пересылки в строго вертикальном положении.

    Зимой сыворотки упаковывают и пересылают так, чтобы они не замерзли.

    Пробы направляют с сопроводительной в двух экземплярах (см. приложение 1).

    Взятие крови для гематологических исследований

    Кровь для гематологических исследований берут из ярёмной или каудальной (хвостовой) вены в специальные системы забора крови с антикоагулянтом или в пробирки с антикоагулянтами. В качестве антикоагулянтов используют трилон Б (ЭДТА-динатриевая соль этилендиаминтетрауксусной кислоты) из расчета 0,1 мл 10 %-ного раствора на 1 мл крови, гепарин (5ед. на 1 мл крови) или 6%-ный раствор лимоннокислого натрия (0,1 мл на 1 мл).

    Для предотвращения свертывания крови содержимое пробирки сразу же тщательно перемешивают. Стабилизированную кровь до исследования хранят в холодильнике при температуре 2-4 0 С и исследуют не позднее, чем через 36 часов с момента взятия.

    СЛУЖБА ВЕТЕРИНАРИИ ИРКУТСКОЙ ОБЛАСТИ

    ОБЛАСТНОЕ ГОСУДАРСТВЕННОЕ БЮДЖЕТНОЕ УЧРЕЖДЕНИЕ

    _____________ СТАНЦИЯ ПО БОРЬБЕ С БОЛЕЗНЯМИ ЖИВОТНЫХ

    Индекс, Иркутская область, _______ район Телефон: (8-395- ) _______

    Город (поселок, село) _____, улица _____, дом ___ Е- mail —-. vet @ govirk . ru

    должность, Ф.И.О. наименование подразделения

    В ___________________________________ ветеринарную диагностическую лабораторию

    Направляется____________ проб крови (сыворотки крови) от ________________________

    (наименование хозяйства, населенного пункта, района)

    Для ___________________ исследования на _______________________________________

    (вид исследования) (наименование заболевания) _____________________________________________________________________________Благополучное по _____________________________________________________________

    (благополучное, неблагополучное, наименование заболевания)

    Исследование проводится первично, повторно (подчеркнуть)

    Дата и результат предыдущего исследования __________.___________________ 20 ____г.

    Дата взятия крови _____________________________________________________________

    Опись прилагается в двух экземплярах.

    Ведомость (опись) животных, от которых взята кровь для исследования

    Наименование предприятия, хозяйства, , Ф.И.О. владельца животного

    В последние годы ветеринары проявляют всё больший интерес к современной методике забора крови у сельскохозяйственных животных с использованием систем вакуумного забора крови. Однако, не всем специалистам удалось из первых рук получить достоверную информацию об особенностях и преимуществах новой методики и ознакомиться с ней на практике.

    До сегодняшнего дня широко распространённым способом забора крови у животных (в частности КРС) остаётся взятие её из ярёмной вены либо из хвостовой вены, но также, как и из ярёмной, с использованием кровопускательных (или инъекционных) игл и стеклянных пробирок (не вакуумных). Но данная методика имеет ряд серьёзных недостатков:

  • Кровь набирается через кровопускательную иглу самотёком в открытую пробирку. Это очень часто приводит к разбрызгиванию крови, в связи с чем высок риск инфицирования животных и человека. Некоторые используют шприцы, но это не избавляет от необходимости переливать кровь в открытую пробирку. Если нужна не сыворотка, которая выделится в стеклянной пробирке (но не в пластиковой), а цельная кровь, то нужно вручную отмерять необходимый для исследований объём крови и затем вручную добавлять нужное количество реагентов (где тоже возможны ошибки в дозировке). К тому же, переливание крови из шприца в пробирку зачастую приводит к гемолизу, что искажает результаты исследований или делает их невозможными. Также ошибочным является взятие крови шприцом с последующим переливанием крови в вакуумную пробирку.
  • Набранная самотёком в открытую пробирку, кровь теряет свою стерильность из-за воздействия на неё внешней среды, следовательно, результаты лабораторных исследований могут быть искажены. Стеклянные пробирки закрываются либо нестерильными резиновыми пробками, либо ватными тампонами, что часто приводит к открытию пробирки с разлитием крови.
  • Стеклянные пробирки часто разбиваются – соответственно, нужно не только ликвидировать последствия этого в виде осколков и разлитой крови, но и повторно брать пробу крови у животного.
  • При заборе крови из ярёмной вены необходима фиксация животного, то есть привлечение к процедуре дополнительного персонала, с соответствующими затратами труда, нервов, времени и финансов.
  • Жёсткая фиксация, а также боль при взятии крови толстостенными кровопускательными иглами большого диаметра вызывает стресс у животных. В случае с КРС это приводит к неизбежному снижению надоев молока от 0,3 до 1 л в день в течение нескольких дней. На 1000 голов убытки от падения надоев могут составлять до 20-25 тыс. руб (кстати, одна только эта сумма значительно превышает стоимость вакуумных систем забора крови, необходимых для забора крови у 1000 голов).
  • Грубая фиксация приводит к массовому перезаражению лейкозом ранее здоровых животных, через травмирование слизистой носовой полости.
  • Системы вакуумного забора венозной крови имеют преимущества, более чем достаточные для того, чтобы навсегда забыть о прежней методике взятия крови.

    Состоит вакуумная система из трёх компонентов:

    1. Двусторонняя игла — резьбовая, либо автоматическая (разной длины и диаметра).
    2. Иглодержатель — резьбовой, либо автоматический.
    3. Вакуумная пробирка.
    4. Пробирка стерильна, герметична, изготовлена из небьющегося биологически инертного пластика (полиэтилентерефталат), не влияющего на результаты исследований.

      Пробирки содержат реагент, распылённый по стенкам:

      • для получения сыворотки используется активатор свёртывания (кремниевое напыление, активирующее образование сгустка крови и выделение сыворотки);
      • для получения цельной крови используется антикоагулянт К2 ЭДТА (Трилон Б).

      В пробирку не надо вручную добавлять реагенты – после забора крови вакуумную пробирку (как с крышкой, так и без неё) можно центрифугировать и помещать в анализатор.

      Пробирки могут быть с разным объёмом вакуума (следовательно, и объёмом забираемой крови) – от 2 до 10 мл. Самые востребованные объёмы – 9-10 мл (для КРС, свиней, лошадей). Для мелких животных можно использовать пробирки на 2, 3, 4 мл.

      Преимущества вакуумных систем в сравнении с обычными иглами и пробирками:

    5. Двусторонние иглы с лазерной заточкой среза легко входят в вену, не вызывая сильных болезненных ощущений. Если кровопускательные или инъекционные иглы применяются диаметром 1,2 мм (18G), то двусторонние иглы вакуумных систем можно использовать диаметром 0,9 мм (20G) – так как эти иглы тонкостенные, то при меньшем внешнем диаметре иглы, её внутренний диаметр не уступает в пропускной способности иглам с толщиной 1,2 мм. Внешняя и внутренняя поверхности иглы обработаны силиконом, поэтому кровь свободно течёт в пробирку, не вызывая тромбирования иглы. Резиновый клапан на дистальном конце иглы предотвращает разбрызгивание крови в момент нахождения иглы в вене при отсутствии пробирки. Благодаря этому, можно набрать кровь в несколько пробирок, не вынимая иглы из вены — одна пробирка вынимается из иглодержателя, и вставляется другая пробирка для забора новой пробы крови (если необходимо взять кровь сразу на несколько видов исследований).
    6. Сохраняется герметичность системы во время взятия пробы, кровь остаётся стерильной и не разбрызгивается, что исключает возможность перекрёстного инфицирования.
    7. Вакуумная пробирка сделана из небьющегося материала. Не нужно собирать осколки стеклянных пробирок и убирать разлитую кровь (возможно инфицированную).
    8. Сокращается время свёртывания крови в пробирке. Благодаря активатору свёртывания (кремниевое напыление) сыворотка выделяется за 20-30 минут.
    9. Проба крови набирается в вакуумную пробирку, в ней же транспортируется в лабораторию, в ней же центрифугируется и в ней же исследуется в анализаторе. То есть, отпадает необходимость переливания крови из одной пробирки в другую.

    Преимущества методики забора крови с использованием вакуумных систем:

  • Кровь берётся из хвостовой вены КРС одним специалистом без фиксации животного. Это наиболее простой и эффективный способ, хотя можно брать кровь и из других вен.
  • Отсутствие стресса у коровы исключает снижение надоев молока, что позволяет экономить значительные средства. Снижается или полностью отсутствует травмирование ветеринаров из-за ударов животных.
  • На взятие крови у одной коровы, включая подготовку вакуумной системы, затрачивается около 30 секунд. Таким образом, ветеринарный врач может за один день самостоятельно, без помощников, взять пробы крови у стада КРС в 300-500 голов. Снижение времени пребывания ветработников в местах расположения животных позволяет последним спокойно принимать корм и отдыхать между дойками.
  • При взятии крови двусторонняя игла закрепляется в иглодержателе, вводится в вену, затем вакуумная пробирка вводится в иглодержатель таким образом, что дистальный конец иглы проходит сквозь мембрану крышки, и кровь, под воздействием вакуума, сама заполняет пробирку.

    После наполнения кровью пробирка вынимается из иглодержателя, а иглодержатель с иглой извлекается из вены. Игла утилизируется. Пробирка аккуратно переворачивается 2-3 раза (для лучшего смешивания крови и реагента) и ставится в штатив, уже готовая к транспортировке в лабораторию, центрифугированию и исследованию в анализаторе.

    ЗАО «Фирма «Домен» предлагает вакуумные системы Venosafe TERUMO (производство Бельгия) и Bodywin (производство Китай).

    Между различными системами забора крови (в том числе, поставляемыми в Россию другими компаниями) принципиальных отличий нет. Однако, TERUMO (Бельгия) является единственным в мире производителем, который выпускает двусторонние иглы для вакуумных систем не только с резьбовым соединением с иглодержателем, но и с автоматическим (безрезьбовым). Эта отличительная особенность высоко оценена ветврачами, сталкивающимися с необходимостью забора крови сразу у нескольких десятков или сотен животных за один день силами одного или двух человек.

    При использовании резьбовых игл необходимо учитывать дополнительные затраты времени и сил персонала для того, чтобы извлечь резьбовую иглу из иглодержателя, не нарушая технику безопасности, нужен специальный контейнер для утилизации игл, оснащённый разъёмом в крышке, куда вставляется игла и поворотом держателя выкручивается и падает в контейнер. Такие контейнеры достаточно дорогие и их мало кто применяет. Поэтому, специалисты вынуждены извлекать использованную резьбовую иглу из иглодержателя, надевая на неё защитный колпачок и вручную выкручивая и выкидывая в какую-нибудь тару. Если речь идёт о заборе крови у пары десятков голов, то особых проблем это не вызывает, если нарушение техники безопасности при таких манипуляциях для кого-то не является проблемой. Но при заборе крови у нескольких десятков или сотен голов (особенно немолодыми ветеринарами) возникает не только значительная потеря времени на вкручивание-выкручивание игл, но и перенапряжение рук (сухожилий). Кроме того, что самое неприятное и опасное, очень высока вероятность травмирования потенциально инфицированной использованной иглой при очередном надевании на неё колпачка для последующего выкручивания из иглодержателя. Поэтому, использование автоматических игл и иглодержателей на практике выгоднее и безопаснее, чем резьбовых, несмотря на то, что автоматические чуть дороже. Стоят автоматические иглы лишь на 50 копеек дороже резьбовых (производства TERUMO). Разница в цене автоматических и резьбовых иглодержателей на первый взгляд достаточно велика, но она становится совершенно несущественной при пересчёте стоимости держателя на одну процедуру забора крови — автоматические иглодержатели с механизмом сброса иглы можно использовать до 500 раз, подвергая соответствующей обработке после каждого использования. То есть, себестоимость иглодержателя в пересчёте на 1 забор крови = 3-5 копеек.

    Использовать автоматические (безрезьбовые) иглы и иглодержатели очень легко. Игла просто защёлкивается в держатель, а после использования, нажатием 2-х кнопок, сбрасывается в любой контейнер для утилизации игл (даже неспециализированный). Тут же в иглодержатель можно защёлкивать новую иглу, и так же быстро сбросить после очередного использования. Иглодержатель, при правильном использовании, не контактирует с кровью, поэтому на практике он не может быть звеном передачи инфекции. Но, для соблюдения санитарных норм, каждый иглодержатель после использования должен быть подвергнут соответствующей обработке для дезинфекции.

    Кроме наличия автоматических игл и иглодержателей, преимуществом ЗАО «Фирма «Домен», как поставщика вакуумных систем, является то, что в нашем ассортименте всегда имеются в наличии не только двусторонние иглы длиной полтора дюйма (1 1/2″ = 38-40 мм), но и длиной 1 дюйм (1″ = 25 мм). При заборе крови из ярёмной вены КРС и свиней используются иглы длиной 40 мм, а при заборе крови из хвостовой вены КРС можно применять иглы и на 40 мм, но гораздо удобнее на 25 мм.

    Автоматические иглы и иглодержатели Терумо (Бельгия) можно использовать вместе с пробирками других производителей — они все сделаны по единым стандартам — поэтому, при необходимости экономии средств, можно к ним закупать пробирки Бодивин (Китай).

    ЗАО «Фирма «Домен», г. Санкт-Петербург, с 2000 года осуществляет прямые поставки в Россию данной продукции. Товар, постоянно имеющийся в наличии на наших складах в Санкт-Петербурге, мы готовы поставить в кратчайшие сроки, как по прямым договорам, так и через систему госзакупок (аукционы, котировки). Методика забора крови описана в «Сборнике методических указаний по применению вакуумных систем забора крови в ветеринарной практике», выпущенном нашей компанией (высылаем в электронном виде по Вашему запросу). Обращайтесь по телефону: +7(812)327-75-85.

    Для серологического исследования на бруцеллез в лабораторию направляют кровь (сыворотку крови) и молоко.

    Молодняк животных всех видов исследуют с 4-х месячного возраста, коров (нетелей), при этом буйволиц и верблюдиц исследуют независимо от периода беременности, овцематок (козематок) и свиноматок – через 1-2 месяца после окота или опороса. Крупный и мелкий рогатый скот, ранее подвергшийся иммунизации против бруцеллеза, исследуют в порядке и в сроки, предусмотренные наставлением по применению вакцины.

    Кровь для исследования у КРС, МРС, лошадей берут из ярёмной вены, у свиней также из ушной или хвостовой вены; у собак – из вены предплечья или латеральной подколенной голени; у лисиц, песцов – из бедренной вены, у норок – путем отсечения подушечки среднего пальца задней лапы или кончика хвоста в стерильные пробирки по 5-7 мл (от пушных зверей по 1-2 мл). Пробирки нумеруют и составляют опись проб.

    Сопроводительный документ с описью составляется по установленной форме. Консервирование сыворотки проводят несколькими способами. Сыворотки, консервированные фенолом или борной кислотой, пригодны для исследования в течение 30 суток, замороженные сыворотки – в течение 3 суток после однократного оттаивания. Мутные, проросшие, гемолизированные сыворотки исследованию не подлежат.

    Для исследования цельного молока на бруцеллез от коровы берут сборную пробу из каждой доли вымени одного удоя в одну стерильную пробирку в количестве 10-15 мл. Молоко исследуют свежее или консервированное добавлением одной капли 10%-ного раствора формалина на 5 мл молока.

    Уважаемые форумчане!
    Подскажите, есть ли материалы или методические рекомендации, как забирать кровь у КРС из хвостовой вены с помощью вакуумных пробирок. А то приобрел я их, пробирки, а как кровь забирать, ветеринары наши не обучены. Все поставщики говорят что это удобно и быстро, но материалы обучающие есть только для людей.

    Один год я брал кровь такими пробирками очень удобно,иглу вводишь в середину хвостового позвонка снизу,потом вставляешь пробирку, вакуум засасывает кровь,всё, корова не дёргается берёшь быстро красота попробуй две три спортишь потом пойдёт как по маслу,я тоже начинал методом проб и ошибок никто не знал как брать,а потом сказали это дорого и по старинке иглой по ярёмной вене.

    Все поставщики говорят что это удобно и быстро, но материалы обучающие есть только для людей.

    Эта система состоит из вакуумной пробирки А (сам пластиковый корпус, резиновая крышка и этикетка), иглы В (двухсторонняя игла с колпачком для втыкания в резиновую крышку пробирки) и многоразовый пластиковый корпус-иглодержатель С.

    1. Скручивающим движением, разорвав защитную ленту, гарантирующую стерильность, снять серый колпачок с конца иглы (которая будет ввинчиваться в пластиковый корпус-иглодержатель, закрытой резиновым клапаном. Резиновый чехол иглы (серого цвета) не удалять!
    2. Ввинтить в иглодержатель иглу. Вставить иглу резиновым колпачком в держатель и ввинтить до упора.
    3. Хвост животного взять рукой в области средней трети и медленно поднимать вверх.
    4. Место, где предполагается произвести прокол, продезинфицировать спиртом или 5% раствором йода.
    5. Снять колпачок со второй стороны иглы и ввести иглу в вену перпендикулярно линии хвоста. Кровь берут в средней трети тела 2-5 хвостовых позвонков, находящейся на линии, идущей вдоль хвоста и делящей его на 2 симметричные части.
    6. Вставить заранее подготовленную вакуумную пробирку в иглодержатель до упора (при этом указательным и средним пальцем придерживать выступы иглодержателя, а большим пальцем проталкивать пробирку к игле).
    При этом игла прокалывает резиновую мембрану и резиновую пробку крышки пробирки. Образуется единый канал между пробиркой с вакуумом и полостью вены. Таким образом, кровь из вены попадает непосредствен-но в герметично закупоренную пробирку.
    7. Кровь появится на стыке пробки и задней части иглы. В случае отсутствия тока крови в пробирку (игла прошла вену насквозь) вернуть острие иглы в полость вены (не вынимая иглы), при этом кровь начнет поступать в пробирку.
    При необходимости взятия крови в несколько пробирок – не вынимая иглы из вены, осторожно поменять наполненную кровью пробирку на следующую.
    8. Когда взятие проб крови закончено, удалить пробирку из держателя, затем вынуть комплекс иглодержатель из вены. Снять иглу с держателя и утилизировать иглу. На этикетку нанести порядковый номер контейнера и номер животного.

    Архангельская область Ленский район . Мы против свалки в Шиесе !
    Поморье — не помойка !

    Спасибо огромное.

    «Нельзя вернуться в прошлое и изменить свой старт, но можно стартовать сейчас и изменить свой финиш». @

    Цель занятия.Освоить технику взятия крови, научиться определять время ее свертывания, вязкость и скорость оседания эритроцитов (СОЭ).

    Объекты исследования и оборудование.Коровы, лошади, свиньи, собаки, овцы.

    Иглы для взятия крови, ножницы, стерилизатор, глазные пипетки, предмет­ные и часовые стекла, темные флаконы с рабочими стандартными растворами сульфата меди, цитрата натрия, трилон Б, гепарин, спирт, эфир, 5%-й спиртовой раствор йода, вата, аппараты Панченкова, эритроседиометр, вискозиметр ВК-4.

    Взятие крови.Кровь для исследований лучше брать у животных утром до кормления.

    В малых количествах кровь получают из мелких кровеносных сосудов уха; у пушных зверей — из лапки (пальца), кончика хвос­та; у кур — из гребня или сережек; у гусей и уток — из ступни ко­нечностей; у мышей — из хвоста.

    В больших количествах кровь у крупного рогатого скота, лоша­дей, овец, коз, верблюдов, буйволов, яков, оленей берут из ярем­ной вены; у свиней — из хвоста (отрезают его кончик или пересе­кают кровеносные сосуды на вентральной поверхности хвоста), из глазного венозного синуса, крупных сосудов уха или краниальной полой вены; у собак — из вены сафена или подкожной вены пред­плечья; у песцов и лисиц — из плантарной вены, у кроликов — из ушной вены; у морских свинок — из сердца; у кур — из кожной локтевой вены, плечевой артерии на внутренней поверхности

    крыла или из сердца; у рыб — из хвос­товой артерии. Место взятия крови выс­тригают, кожу дезинфицируют спиртом или спирт-эфиром.

    При взятии капиллярной крови ис­пользуют иглу Франка, перо Джаннера, копьевидное перо или инъекционную иг­лу. Первую каплю крови удаляют, а сле­дующую берут для анализа. При взятии крови из яремной вены используют кро­вопускательные иглы (Боброва, Каспера, Сайковича, Афанасьева и др.) (рис. 7.1). Вену предварительно пережимают ниже

    Й(г| ? W Д места прокола (на переходе верхней тре-

    3 4 5 6 Иглы для взятия крови:
    Рис. 7.1.

    jj s шеи в среднюю) большим пальцем ле­вой руки, резиновым жгутом, специаль­ными щипцами или с помощью других приспособлений.

    -Афанасьева; 2. S— Боброва; 6— инъекционная

    Получение плазмы. Вкровь, чтобы она не свертывалась, добавляют антикоагу­лянты: из расчета на 10 мл крови — 30 мг цитрата натрия или калия, 15 мг оксалата натрия, 30 мг фторида натрия, 50 ЕД гепарина или 0,2 мл 10%-го раствора трилона Б. Затем стабилизированную кровь центрифугируют 10 мин при 3000 мин -1 , после чего плазму отбирают пипеткой, оставляя на дне пробирки форменные элементы.

    Получение сыворотки. Кровь собирают в пробирки без анти­коагулянта, выдерживают несколько часов при комнатной тем­пературе или помещают на 0,5. 1,0ч в термостат. Свернувшуюся кровь отделяют от стенки пробирки стеклянной палочкой. В за­ключение пробирку центрифугируют 10 мин при 3000 мин -1 и отделившуюся сыворотку отбирают пипеткой.

    Определение физических свойств крови.В клинической практи­ке чаще определяют время свертывания крови, ее вязкость и ско­рость оседания эритроцитов.

    Определение времени свертывания крови. Как правило, исполь­зуют методы Ли—Уайта и Бюркера.

    Метод Л и—У а й т а: каплю свежевзятой крови помещают на предметное стекло, которое каждые Юс наклоняют. Момент, когда капля при наклоне стекла не будет менять свою форму, со­ответствует началу свертывания крови.

    Метод Бюркера: на парафинированное предметное или ча­совое стекло помещают каплю нативной крови и затем каждые 30 с пытаются оторвать ее от стекла с помощью иглы скарификатора или инъекционной иглы. Появление первых непрочных нитей фибрина соответствует началу свертывания, а момент, когда за нить фибрина удается оторвать кровяной сгусток от стекла, — концу свертывания.

    На время свертывания крови оказывают влияние многие фак­торы (температура среды, способ получения крови, размер и фор­ма сгустка и др.), что необходимо учитывать при исследовании этого показателя.

    У здоровых животных значения показателя следующие (мин): крупный рогатый скот 6,0. 9,0; овцы 2,0. 3,0; лошади 10,0. 13,0; свиньи 3,0. 4,0; собаки 2,0. 3,0; куры 3,0. 5,0.

    Ускоренную свертываемость крови отмечают при гемоглоби-немии, крупозной пневмонии; замедленную — при анемиях, ге­мофилии, лейкемии, холемии, нефрите, геморрагических диа­тезах, скорбуте. Кровь совершенно не свертывается при сибир­ской язве, удушье.

    Определение вязкости крови. Вязкость — один из главных пока­зателей, характеризующих реологические свойства крови; отража­ет внутреннее сцепление плазмы, обусловленное клеточным со­ставом и веществами, в ней находящимися. Вязкость крови опре­деляют с помощью вискозиметра ВК-4 (рис. 7.2).

    Капиллярную трубку вискозиметра, снабженную краном, за­полняют стабилизированной кровью до метки «0», а вторую труб­ку до аналогичной метки — дистиллированной водой. Вискози­метр укладывают горизонтально на стол и открывают кран. Через мундштук осторожно всасывают воздух так, чтобы столбик крови продвинулся до отметки «1», при этом вода тоже будет двигаться по капилляру. Если столбик воды достигнет отметки 5, а столбик крови — 1, то коэффициент вязкости составит 5.

    У здоровых животных коэффициенты вязкости следующие: у крупного рогатого скота 4,2. 5,2; овец 4,2. 5,0; лошадей 3,9. 4,8; свиней 4,8. 6,2; собак 4,7. 5,5; кур 4,5. 5,5.

    Повышение вязкости крови наблюдают при потении, венозных застоях, острых экссуда-тивных процессах и при патологиях, приводя­щих к обезвоживанию организма. Понижение вязкости крови характерно для анемий.

    Определение скорости оседания эритроци­тов (СОЭ). В ветеринарной практике исполь­зуют методы Неводова и Панченкова.

    Метод Т. Г. Па н ч е н к о ва: вградуи­рованный на 100 делений капилляр Панченко­ва набирают до метки «Р» (деление 50) 5%-й раствор цитрата натрия и переносят его на ча­совое стекло. Затем в этот же капилляр наби­рают дважды кровь до метки «К» (деление 0) и

    Рис. 7.2. Вискозиметр ВК-4:

    / — капилляр для заполнения водой; 2— капилляр для заполне­ния кровью; 3 — краник; 4— мундштук; 5— открытый конец

    оба раза выдувают ее на часовое стекло. Кровь, тщательно переме­шанную с раствором цитрата натрия, вновь набирают в капилляр до метки «К». Капилляр ставят в штатив строго вертикально. СОЭ учитывают через 1 ч, при необходимости через 24 ч и выражают в миллиметрах.

    У здоровых животных СОЭ составляет (мм): у крупного рогато­го скота 0,5. 1,5; овец 0,5. 1,0; коз 0,3. 1,0; лошадей 40. 70; сви­ней 2. 9; собак 2. 6; кур 2. 3.

    Метод А. П. Не водов а: в эритроседиометр — пробирку, градуированную на 100 делений, — вносят на кончике скальпеля около 0,02 г оксалата натрия, затем кровь из вены до метки «0». Пробирку закрывают резиновой пробкой, осторожно переворачи­вают 5. 10 раз, смешивая кровь с антикоагулянтом, и ставят в штатив. СОЭ учитывают по высоте столбика плазмы через 15, 30, 45, 60 мин ипри необходимости через 24 ч (табл. 7.1).

    Дата добавления: 2020-11-10 ; просмотров: 2750 . Нарушение авторских прав

    СОВРЕМЕННАЯ МЕТОДИКА ПОЛУЧЕНИЯ ПРОБ КРОВИ У КРУПНОГО РОГАТОГО СКОТА

    Кровь набирается через кровопускательную иглу самотёком в открытую пробирку. Это очень часто приводит к разбрызгиванию крови, в связи с чем высок риск инфицирования животных и человека. Некоторые используют шприцы, но это не избавляет от необходимости переливать кровь в открытую пробирку. Если нужна не сыворотка, которая выделится в стеклянной пробирке (но не в пластиковой), а цельная кровь, то нужно вручную отмерять необходимый для исследований объём крови и затем вручную добавлять нужное количество реагентов (где тоже возможны ошибки в дозировке). К тому же, переливание крови из шприца в пробирку зачастую приводит к гемолизу, что искажает результаты исследований или делает их невозможными. Также ошибочным является взятие крови шприцом с последующим переливанием крови в вакуумную пробирку.

    Набранная самотёком в открытую пробирку, кровь теряет свою стерильность из-за воздействия на неё внешней среды, следовательно, результаты лабораторных исследований могут быть искажены. Стеклянные пробирки закрываются либо нестерильными резиновыми пробками, либо ватными тампонами, что часто приводит к открытию пробирки с разлитием крови.

    Стеклянные пробирки часто разбиваются – соответственно, нужно не только ликвидировать последствия этого в виде осколков и разлитой крови, но и повторно брать пробу крови у животного.

    При заборе крови из ярёмной вены необходима фиксация животного, то есть привлечение к процедуре дополнительного персонала, с соответствующими затратами труда, нервов, времени и финансов.

    Жёсткая фиксация, а также боль при взятии крови толстостенными кровопускательными иглами большого диаметра вызывает стресс у животных. В случае с КРС это приводит к неизбежному снижению надоев молока от 0,3 до 1 л в день в течение нескольких дней. На 1000 голов убытки от падения надоев могут составлять до 20-25 тыс. руб (кстати, одна только эта сумма значительно превышает стоимость вакуумных систем забора крови, необходимых для забора крови у 1000 голов).

    Грубая фиксация приводит к массовому перезаражению лейкозом ранее здоровых животных, через травмирование слизистой носовой полости.

    В связи с этим разработка новых, надёжных, нетравмирующих животных и наименее трудоёмких методов взятия крови у крупного рогатого скота, является актуальной задачей.

    Использование вакуумных шприцев — контейнеров, как показала практика применения в нескольких областях РФ, может коренным образом изменить технологию взятия крови у поголовья КРС.

    В комплексе это позволило хозяйствам, использующим современную технологию, избегать прямых экономических потерь, в первую очередь связанных с исключением снижения уровня надоев.

    S — Monovette (производство фирмы Sarstedt , Германия) – это очень удобное и современное изделие, для взятия венозной крови. Оно представляет собой закрытую двухкомпонентную систему — вакуумный шприц-контейнер и специальную иглу (Рис. 1). Выделение сыворотки или соединение крови с антикоагулянтом происходит в том же объёме шприца, в который берётся кровь, то есть после взятия крови сам шприц является транспортной пробиркой с антикоагулянтом или сывороткой.

    Рис. 1. Вакуумный шприц-контейнер и специальная игла.

    Рис. 2. Закрытая система S-Monovette для взятия крови.

    Чтобы определить, в чем заключается основные преимущества использования S — Monivette , сравним два метода взятия крови – устоявшийся, применяемый в настоящее время в большинстве хозяйств, и с применение S — Monovette

    Устоявшаяся методика взятия крови у КРС:

    Кровь берут из яремной вены;

    Место, где предполагается произвести прокол, дезинфицируют спиртом или 5% раствором йода;

    Для взятия крови животное фиксируют – привязывают голову животного. Большим пальцем нажимают на вену в нижней трети шеи. Задержка оттока крови вызывает набухание вены в виде толстого шнура; Кровопускательную иглу вводят под острым углом по направлению к голове, продвигая в полость сосуда приблизительно на 1 см.; Кровь в пробирку набирают по стенке. Кроме того, необходимо готовить посуду, добавлять антикоагулянт для анализов на общую гематологию, выделять сыворотку и удалять сгусток для анализов , требующих получения сыворотки.

    Основные особенности закрытой системы S-Monovette

    Шприц-контейнер: Ударопрочный пластик — не бьётся, отлично переносит транспортировку; Широкий диапазон заранее добавленных реагентов;

    Удобство маркировки и транспортировки;

    Устойчивость к низким температурам;

    Длительный срок годности;

    Игла: Диаметр (0.9 мм);

    Отсутствие осложнений после взятия крови;

    Предотвращение вытекания крови при пункции вены;

    Гладкие края иглы;

    Минимизация повреждений клеток крови (гемолиз);

    Оптимальный угол заточки иглы;

    Отсутствие «забивания» и тромбирования иглы;

    На основе возможностей S — Monovette был разработан новый метод взятия крови у крупного рогатого скота:

    Кровь берут из хвостовой вены.

    Для взятия крови животное не фиксируют.

    Хвост животного берут рукой в области средней трети и медленно поднимают вверх.

    Место взятия крови, область 2-5 хвостовых позвонков, дезинфицируют спиртом или 5% раствором йода.

    Кровь берут в средней трети тела 2-5 хвостовых позвонков, находящейся на линии, идущей вдоль хвоста и делящей его на 2 симметричные части.

    Сокращение времени взятия крови ветврачом; (до 200 животных за 2 часа).

    Отсутствие фиксации животного.

    Исключение контакта ветврача с кровью на всех этапах взятия и транспортировки крови.

    Предупреждение распространения инфекций через кровь и загрязнения (контаминации) объектов окружающей среды; (особенно актуально при лейкозе КРС).

    Минимизация осложнений и стресса у животных.

    Отсутствие сокращения надоев в результате стресса и осложнений.

    Возможность получения стерильной крови.

    Иглу вводят под углом 90° до упора на глубину 5-10 мм. Преимущества взятия крови безопасными системами из хвостовой вены:

    Эти преимущества делают применение S — Monovette в ветеринарии перспективной технологией, позволяющей быстро, качественно и безопасно решать проблему массового взятия крови у поголовья. Сохранение надоев и отсутствие осложнений – являются показательным экономическим аргументом необходимости повсеместного внедрения современной методики.

    Библиографический список

    Биохимические и некоторые иммунологические показатели крови у собак, при лечении инфицированных ран сорбентами природного происхождения/В. А. Ермолаев, Е. М. Марьин, C. Н. Хохлова, О. Н. Марьина//Известия Оренбургского ГАУ. 2009. -№4.-С. 174-177.

    Биохимический профиль крови у коров с язвенными процессами в области копытец / В.К. Якоб, Е.М. Марьин, П.М. Ляшенко, А.В. Сапожников, В.А. Ермолаев // В сборнике: Молодежь и наука XXI века. Материалы IV Международной научно-практической конференции. 2020. С. 152-161.

    Взаимосвязь между гемостазиологическими показателями при асептических и гнойных ранах у крупного рогатого скота / В.А.Ермолаев, В.И. Ермолаева //В сборнике: Фундаментальные и прикладные проблемы повышения продуктивности сельскохозяйственных животных. материалы международной научной конференции, посвященной 70-летию профессора С.А. Лапшина. Министерство общего и профессионального образования Российской Федерации, Мордовский государственный университет им. Н.П. Огарева; ответственный редактор С.А. Лапшин. 1998. С. 112-114.

    Влияние гидрофильных мазей на гемостазиологические показатели плазмы крови у телят с гнойными ранами / П.М. Ляшенко, В.А. Ермолаев // В сборнике: Аграрная наука и образование на современном этапе развития: опыт, проблемы и пути их решения. Материалы V Международной научно-практической конференции. Ульяновская государственная сельскохозяйственная академия; Главный редактор А.В. Дозоров; ответственные редакторы: В.А. Исайчев, И.И. Богданов. 2013. С. 104-107.

    Влияние пептидных биорегуляторов на местный иммунитет при бронхопневмонии / С.И. Лютинский, О.В. Крячко, В.Х. Хавинсон, А.Л. Кожемякин //Ветеринария. 1993. № 1. С. 44-46.

    Влияние тимогена на иммунную систему поросят при неспецифической брон-хопневмонии / С.И. Лютинский, О.В. Крячко, В.Х. Хавинсон, С.В. Серый // Ветеринария. 1991. № 9. С. 30-32.

    Гематология: учебное пособие /В.А. Ермолаев, Е.М. Марьин, А.В. Сапожников, П.М. Ляшенко, А.З. Мухитов, А.В. Киреев. –Ульяновск: Ульяновская ГСХА им. П.А. Столыпина, 2016. – 135 с.

    Динамика биохимических показателей крови при лечении гнойных кожно-мышечных ран у телят/И.С. Раксина, В.А.Ермолаев//Вестник Ульяновской государственной сельскохозяйственной академии.2012. № 1. С. 95.

    Динамика изменения гемостазиологических показателей при лечении гнойных ран у телят/Е.Н. Никулина, В.А. Ермолаев, П.М. Ляшенко//Известия Оренбургского госу-дарственного аграрного университета. 2012. Т. 4. № 36-1. С. 78-79.

    Динамика показателей белкового обмена крови у коров, больных гнойным пододер-матитом / Е.М. Марьин, В.А. Ермолаев, О.Н. Марьина, В.В. Идогов // Вестник Ульяновской государственной сельскохозяйственной академии. 2013. № 3 (23). С. 86-89.

    Динамика показателей клинического анализа крови у ортопедически больных коров /В.А. Ермолаев, Е.М. Марьин, П.М. Ляшенко, А.В. Сапожников // Вестник Алтайского государственного аграрного университета. 2016. № 10 (144). С. 116-122.

    Ермолаев В.А. Гемостазиологические аспекты гнойной хирургической патологии крупного рогатого скота / В.А. Ермолаев // Актуальные проблемы ветеринарной хирургии: Мат. междунар. научно-методической конф. ВГАУ. -Воронеж, 1997. –С. 67-68.

    Ермолаев, В.А. Гематология: учебное пособие /В.А. Ермолаев, А.З.Мухитов. –Ульяновск: Ульяновская ГСХА им. П.А. Столыпина, 2015. – 112 с.

    Ермолаев, В.А., Никулина Е.Н. Динамика морфологических показателей крови телят с гнойными ранами / В.А. Ермолаев, Е.Н. Никулина // Материалы Международной научно-практической конференции «Кадровое и научное обеспечение инновационного развития отрасли животноводства»// Учёные записки Казанской государственной академии ветеринарной медицины им. Н.Э. Баумана. – Казань, 2010. – Т. 203. – С. 109-114.

    Заживление инфицированных кожно-мышечных ран у собак под воздействием све-тодиодного излучения красного диапазона / А.В. Сапожников, В.А. Ермолаев, Е.М. Марьин, П.М. Ляшенко // В сборнике: Аграрная наука и образование на современном этапе развития: опыт, проблемы и пути их решения. Материалы V Международной научно-практической конференции. Ульяновская государственная сельскохозяйственная академия; Главный редактор А.В. Дозоров; ответственные редакторы: В.А. Исайчев, И.И. Богданов. 2013. С. 137-142.

    Исследование клинических и гематологических показателей у коров с язвенными дефектами в области копытец / Е.М. Марьин, В.А. Ермолаев, В.К. Якоб, О.Н. Марьина // Вестник Ульяновской государственной сельскохозяйственной академии. 2013. № 4 (24). С. 72-76.

    Клинический ветеринарный лексикон/ В.Н. Байматов, В.М. Мешков, А.П. Жуков, В.А. Ермолаев. – М.: КолосС, 2009. — 327 с.

    Коррекция системы гемостаза при болезнях пальцев у крупного рогатого скота/ П.М. Ляшенко, В.А. Ермолаев, Е.М. Марьин // Известия Оренбургского государственного аграрного университета. 2013. № 6 (44). С. 80-81.

    Крячко О.В. Применение пептидных биорегуляторов при бронхопневмонии поросят / О.В. Крячко // Ветеринария. 2003. № 11. С. 45-49.

    Крячко О.В. Влияние ронколейкина на гематологические показатели у лошадей при дерматите / О.В. Крячко, О.В. Романова // Ветеринария. 2007. № 6. С. 45-48.

    Крячко О.В. Нагрузочные тесты как показатель перспективности назначения имму-номодуляторов при бронхопневмонии поросят / О.В. Крячко// Ветеринария. 1999. № 3. С. 36-37.

    Крячко О.В. Применение тимогена для терапии неспецифической бронхопневмонии поросят: Рекомендации/ О.В. Крячко, С.И. Лютинский. — СПб., Великие Луки: СПбГАВМ –ВГСХА.- 2002. — 18с.

    Крячко О.В. Ронколейкин в качестве средства монотерапии при хронических об-структивных болезнях легких у лошадей / О.В. Крячко, О.В. Романова, Е.А. Шевченко // Российский ветеринарный журнал. Сельскохозяйственные животные. 2005. № 4. С. 22-23.

    Крячко О.В. Системный анализ иммунобиологических показателей у поросят при острой неспецифической бронхопневмонии / О.В. Крячко, С.И.Лютинский, В.В. Томсон, С.М. Сулейманов. Великие Луки – СПб.-Воронеж, 1999.- 27 с.

    Ляшенко, П.М. Влияние гидрофильных мазей на гемостазиологические показатели плазмы крови у телят с гнойными ранами/П.М. Ляшенко, В.А. Ермолаев//Аграрная наука и образование на современном этапе развития: опыт, проблемы и пути их решения Материалы V Международной научно-практической конференции. – Ульяновск: УГСХА им. П.А. Столыпина, 2013. -С. 104-107.

    Методы исследования системы гемостаза в ветеринарии : Методические рекомендации / В.А.Ермолаев, Б.С.Семенов, С.И. Лютинский. – Ульяновск: Ульяновская государственная сельскохозяйственная академия, 1998. – 73 с.

    Минеральный обмен крови у коров, больных гнойным пододерматитом / Е.М. Марьин, В.А. Ермолаев, В.В. Идогов // Вестник Ульяновской государственной сельскохозяйственной академии. 2016. № 1 (33). С. 111-114.

    Никулина, Е.Н. Динамика гематологических показателей при лечении гнойных ран у телят / Е.Н. Никулина, П.М. Ляшенко, В.А. Ермолаев // Ветеринарная медицина. Современные проблемы и перспективы развития: Материалы Международной научно-практической конференции. ФГОУ ВПО «Саратовский ГАУ». – Саратов: ИЦ «Наука», 2010. – С. 315-317.

    Никулина, Е.Н. Динамика изменения гемостазиологических показателей при лечении гнойных ран у телят/ Е.Н. Никулина, В.А.Ермолаев, П.М.Ляшенко//Известия Оренбургского государственного аграрного университета. 2012. Т. 4. № 36-1. С. 78-79.

    Регенерационные и дисрегенерационные процессы при лечении пододерматитов у коров / В.А. Ермолаев, Е.М. Марьин, П.М. Ляшенко, А.В. Сапожников // Вестник Алтайского государственного аграрного университета. 2016. № 12 (146). С. 120-130.

    Сапожников, А.В. Клинико-морфологические показатели крови при лечении ран светодиодным излучением красного диапазона/А.В. Сапожников, И.С. Сухина, В.А. Ермолаев//«Молодёжь и наука XXI века»: Материалы II Открытой Всероссийской научно-практической конференции молодых учёных. -Ульяновск: УГСХА, 2007. -Часть 1. -С.148-151.

    Состояние системы гемостаза, распространенность, этиология и некоторые иммуно-биохимические показатели крови у коров симментальской породы с болезнями копытец/ Е.М. Марьин, В.А. Ермолаев, П.М. Ляшенко, А.В. Сапожников, О.Н. Марьина// Научный вестник Технологического института — филиала ФГБОУ ВПО Ульяновская ГСХА им. П.А. Столыпина. 2013. № 12. С. 267-273.